AAV（腺相关病毒）因其免疫原性低、安全性高、宿主范围广、组织特异性、长期稳定表达等特点，已被广泛的应用在动物水平的基因表达、基因操作和基因治疗。全球肾病患者规模庞大，选择AAV治疗是因其能够精准靶向肾脏细胞，减少对其他器官的影响。AAV在肾脏组织的靶向策略需要综合考虑血清型选择、启动子使用和注射方式等多个因素，以优化基因治疗的效率和特异性。接下来，让我们一起学习AAV在肾脏组织中的应用。

 

肾脏的基本信息

肾脏是人体的重要器官，具有清除体内代谢产物及某些废物、毒物，调节水、电解质平衡及维护酸碱平衡、内分泌功能等功能，保证了机体内环境的稳定，使新陈代谢得以正常进行。肾脏疾病是全球性的公共卫生问题。据悉，全球有约8.5亿人患有肾脏疾病，而中国慢性肾脏病患者已超过1个亿。

 

 

图1. 人体肾脏解剖图

 

肾脏结构复杂、细胞种类多样。通过众多研究人员^[1]的努力，绘制出了最全面的人类肾脏组织图谱（图2）。这个肾脏组织图谱包括51种主要肾脏细胞类型，主要细胞类型为以下几种：

 

1. 肾小球内皮细胞：构成肾小球毛细血管壁的一部分，参与滤过过程。

2. 足细胞（脏层上细胞）：位于肾小球基底膜的一侧，与内皮细胞和基底膜共同构成滤过屏障。

3. 肾小管上皮细胞：根据肾小管的不同部位，上皮细胞具有不同的形态和功能，参与重吸收和分泌过程。

4. 集合管细胞：负责进一步调节尿液的组成。

5. 间质细胞：包括成纤维细胞、平滑肌细胞等，构成肾脏的支持结构。

6. 肾小球旁器细胞：参与肾素的分泌，参与调节血压。

 

 

图2. 肾脏组织图谱^[1] 

 

一、不同血清型对肾脏的侵染

研究人员通过不同的给药方式验证了多种血清型对肾脏的侵染能力，结果表明AAV9血清型对于肾脏侵染能力最强。

 

Chung D C等人^[2]，采用输尿管逆行注射的注射方式对比rAAV1，rAAV2，rAAV5，rAAV6，AAV6.1.2，AAV.rh8，rAAV7，rAAV8和rAAV9对于小鼠肾脏的侵染效率，发现rAAV8和rAAV9能够有效地感染小鼠肾小管细胞（图3）。

 

 

图3. 不同血清型对肾小管的侵染^[2]

 

在另一项研究中， Rocca C J 等人^[3]通过肾静脉注射，对比了rAAV5，rAAV6，rAAV8和rAAV9在小鼠肾脏中的表达情况。实验结果表明rAAV6和rAAV8通过肾静脉注射能够转染肾脏，但主要局限于肾髓质区域，而rAAV9则能够高效转染肾皮质和髓质两个区域（图4）。共聚焦显微镜发现注射rAAV9 - GFP的肾脏中近端小管和肾小球呈GFP阳性，在肾小球中，足细胞和系膜细胞中均检测到GFP（图5）。

 

 

图4. 肾静脉注射不同血清型对肾脏和其他器官的侵染^[3]

 

 

图5. AAV9侵染肾脏免疫荧光图片^[3]

 

二、肾脏特异性启动子

肾脏中细胞结构复杂，种类较多。在一些研究中，目的基因不需要特异性表达可以采用CMV启动子，也可以针对不同的肾脏细胞采用对应的特异性启动子获得最佳的感染效果。

 

肾小管特异性启动子

Asico等人^[4]使用输尿管给药的方式对比了CMV，KSPC，SGLT2，NKCC2和ECAD启动子，在小鼠肾脏中的特异性表达情况（图6）。结果表明：

CMV启动子：可以在近端小管(PT)和集合管(CD)细胞中提供强烈的GFP表达。

KSPC启动子：可以在整个肾小管（从近端小管到集合管)中提供基因表达。

SGLT2启动子：可以在近端小管细胞中提供表达，但不能在集合管细胞中表达。

NKCC2启动子：在近端小管和集合管细胞中的表达都很微弱。

ECAD启动子：仅在集合管细胞中提供表达，而不能在近端小管细胞中表达^[4]。

 

 

图6. 不同启动子在肾脏中的表达情况^[4]

 

足细胞特异性启动子

CLDN5在足细胞中的缺失导致WNT抑制剂WIF1的表达降低，从而激活了WNT信号通路。这种WNT信号失调导致了足细胞损伤、蛋白尿和小鼠糖尿病肾病和梗阻性肾病模型中的肾脏纤维化。研究人员使用NPHS1特异性启动子病毒通过肾原位注射，在足细胞中过表达了WIF1（图7），和对照AAV处理的突变小鼠相比，WIF1处理组的足细胞损失显著减少^[5]。

 

 

图7. rAAV9-NPHS1-WIF1在肾脏表达情况^[5]

 

肾脏上皮细胞特异性启动子

ALDH2缺乏会加重肾损伤。为了抑制ALDH2基因在RTECs中的表达，Xu, Tonghui等人^[6]通过尾静脉注射AAV9-Ksp-GFP-shALDH2病毒，发现CI-AKI小鼠表现出更严重的肾损伤和肾小管上皮细胞凋亡。研究发现，Ksp启动子心脏和肝脏中很少表达，在肾小管上皮细胞中大量表达（图8），说明Ksp启动子有较强的肾脏上皮细胞的特异性。

 

 

图8. AAV9-Ksp-GFP-shALDH2在肾脏表达情况^[6]

 

三、肾脏不同的注射方式

选择合适的给药途径是基因治疗重要的因素。肾脏最常用的给药方式为肾脏实质注射、肾盂内注射和输尿管给药。

 

哺乳动物的肾脏有过滤功能，排斥大于50KD的蛋白质，此外，肾小球内的足细胞形成直径仅为10nm的狭缝横隔膜，传统的AAV载体全身给药难以在肾脏达到足够的表达水平。为了提高病毒载体对肾脏的转导，除了全身给药方式，研究人员陆续开发了多种肾脏局部给药方法。为此，小编汇总成了表1，并将其中常用的几种肾脏给药方法具体步骤列在下方，以供大家参考。

 

表1：AAV肾脏给药方法

 

肾脏实质注射：

①动物准备：首先，对实验动物进行麻醉，并确保动物在手术过程中保持稳定。

②剃毛和消毒：在动物的腹部进行剃毛，并使用适当的消毒剂清洁皮肤，以减少手术感染的风险。

③暴露肾脏：在动物腹部做一个小切口，暴露出肾脏。

④注射准备：使用适当大小的注射针（通常为26G或30G），准备含有所需AAV滴度的病毒溶液。

⑤注射操作：将注射针缓慢插入肾脏实质中，通常在肾皮质的多个位置进行注射，以确保病毒分布均匀。注射体积和滴度根据实验设计和病毒类型而定。

⑥止血和缝合：注射后，使用止血材料轻轻按压注射点，以帮助止血。然后，将切口分两层缝合，即肌肉层和皮肤层。

 

经输尿管肾盂逆行注射：

①对C57BL/6小鼠（4-6 周龄，15-20g）进行麻醉手术，并使小鼠呈仰卧姿势于操作台上；

②在小鼠左腹部做一个切口并轻轻剖开，找到输尿管远端和肾动脉并用显微止血夹夹住；

③用30G注射针刺破输尿管，将注射针贴合于管壁并固定到位，使用6-0缝线缝合以防液体泄漏；

④将尿液轻轻吸出，将注射器替换为另一个含有约 50µL液体（含有病毒颗粒或PBS）的注射器，并缓慢地将液体逆行注入输尿管；

⑤将注射针撤出，并在注射部位的近端放置一个显微止血夹以防液体泄漏；

⑥5min后，移去输尿管远端、近端及肾动脉上的显微止血夹，用6-0缝线将切口分两层缝合。

 

肾静脉注射：

①对C57BL/6 小鼠（4-6周龄，15-20g）进行麻醉手术，并使小鼠呈仰卧姿势于操作台上；

②给小鼠左腹剃毛，在小鼠左腹部做一个切口，暴露左肾及肾蒂，并将肾静脉从肾蒂中游离；

③用显微止血夹夹住肾静脉远端以阻止病毒原液流出肾脏；

④用30G注射针刺入左肾静脉近端，将50µL液体（含有病毒颗粒或PBS）注入肾静脉；

⑤5min后，拔出注射针，移去显微止血夹并压迫止血片刻，将切口分两层缝合。

 

经肾实质肾盂注射：

①对C57BL/6 小鼠（4-6周龄，15-20g）进行麻醉手术，并使小鼠呈仰卧姿势于操作台上；

②对小鼠左腹进行剃毛处理，切开一个2cm的切口暴露左肾和输尿管，并将周围器官和脂肪轻轻分开；

③用显微止血夹夹住输尿管上段以阻止病毒原液下流至膀胱；

④用30G注射针刺入左肾中极的肾盂（注意注射针头不应刺穿肾盂），将50µL液体（含病毒颗粒或PBS）注入肾盂。

⑤5min后移去显微止血夹，将切口分两层缝合。

 

References

 [1]. Lake, B.B., et al., An atlas of healthy and injured cell states and niches in the human kidney. Nature, 2023.

 [2]. Chung, D.C., et al., Adeno-Associated Virus-Mediated Gene Transfer to Renal Tubule Cells via a Retrograde Ureteral Approach. Nephron Extra, 2011. 1(1): p. 217-223.

 [3]. Rocca, C.J., et al., rAAV9 combined with renal vein injection is optimal for kidney-targeted gene delivery: conclusion of a comparative study. Gene Therapy, 2014. 21(6): p. 618-628.

 [4]. Asico, et al., Nephron segment-specific gene expression using AAV vectors. Biochemical and Biophysical Research Communications, 2018. 497(1): p. 19-24.

 [5]. Yan, J., et al., Loss of CLDN5 in podocytes deregulates WIF1 to activate WNT signaling and contributes to kidney disease. 2021.

 [6]. Xu, T., et al., Aldehyde Dehydrogenase 2 Protects Against Acute Kidney Injury by Regulating Autophagy via PI3KC3/Beclin-1 Pathway. SSRN Electronic Journal, 2020.

 [7]. Stephanie Schievenbusch, I.S.M.S., Combined Paracrine and Endocrine AAV9‑mediated Expression of Hepatocyte Growth Factor for the Treatment of Renal Fibrosis. Molecular Therapy, 2010.

 [8]. Peng Wang, M.L.E.S., Long noncoding RNA lnc-TSI inhibits renal fibrogenesis by negatively regulating the TGF-β/Smad3 pathway. Sci. Transl. Med, 2018.

 [9]. Jing, X., et al., Gene deficiency or pharmacological inhibition of PDCD4-mediated FGR signaling protects against acute kidney injury. 药学学报：英文版, 2021(002): p. 000.

[10]. Yan, et al., Comparison of the transduction efficiency of tyrosine-mutant adeno-associated virus serotype vectors in kidney. Clinical & Experimental Pharmacology & Physiology, 2013.

[11]. Chen, Q.Q., et al., Neuraminidase 1 promotes renal fibrosis development in male mice. Nature Communications, 2023. 14(1).

[12]. Wei Zhou, M.C.H.L., Dihydroartemisinin suppresses renal fibrosis in mice by inhibiting DNA-methyltransferase 1 and increasing Klotho. 中国药理学报：英文版, 2022(10): p. 2609-2623.